banner medline tsn
МЕДЛАЙН.РУ
Содержание журнала

Архив

Редакция
Учредители

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки
Институт теоретической и экспериментальной биофизики
Российской академии наук


ООО "ИЦ КОМКОН"

ФГБУ НКЦТ им. С.Н. Голикова ФМБА России

Адрес редакции и реквизиты

192012, Санкт-Петербург, ул.Бабушкина, д.82 к.2, литера А, кв.378

Свидетельство о регистрации электронного периодического издания ЭЛ № ФС 77-37726 от 13.10.2009
Выдано - Роскомнадзор

ISSN 1999-6314


Фундаментальные исследования • Фармакология

Том: 26
Статья: « 28 »
Страницы:. 693-714
Опубликована в журнале: 10 декабря 2025 г.
English version

ПЦР-платформа на основе метода изотермической амплификации нуклеиновых кислот для создания тест-систем, предназначенных для диагностики инфекционных трансмиссивных заболеваний (Обзор)

Юхнева М.А., Мясников В.А., Каневский Б.А., Шевченко В.А.

Федеральное государственное бюджетное учреждение «Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины» Министерства обороны Российской Федерации


Резюме
В статье приведeн обзор одного из перспективных направлений в области индикации нуклеиновых кислот возбудителей инфекционных трансмиссивных заболеваний бактериальной и вирусной природы, ряд из которых относят к потенциальным патогенным биологическим агентам, способным вызывать гарантированный поражающий эффект и для которых необходимо разрабатывать средства индикации и терапии. Рекомбиназная полимеразная амплификация (РПА) является одним из наиболее быстрых и чувствительных методов изотермической амплификации нуклеиновых кислот, не требующих для своей реализации дорогостоящего стационарного оборудования на этапах амплификации и детекции результатов анализа, а также участия высококвалифицированного персонала. На базе данного метода можно разработать ПЦР-платформу с иммунохроматографической детекцией результатов амплификации на тест-полосках с целью создания экспрессных тест- систем для быстрой, простой и точной диагностики возбудителей трансмиссивных заболеваний. Оператору только необходимо подобрать и добавить пару специфичных праймеров, зонд к целевой мишени и недостающие компоненты реакционной смеси. Уже через 25-30 минут (для ДНК-содержащих геномов) может быть проведена качественная оценка результатов амплификации на тест-полоске в виде появления тестовой линии, коррелирующей с наличием меченого ПЦР-продукта. В случае РНК-содержащих геномов время анализа увеличено в соответствии с длительностью этапа обратной транскрипции. Данный формат индикации аналитов является удобным для диагностики на месте оказания помощи (ДМОП) и в полевых условиях.


Ключевые слова
рекомбиназная полимеразная амплификация; иммунохроматографическая детекция; ИХ тест-полоски; трансмиссивные заболевания; патогенные биологические агенты; диагностика на месте оказания помощи


(статья в формате PDF. Для просмотра необходим Adobe Acrobat Reader)



открыть статью в новом окне

Список литературы

1. Калевич А.А. Актуальные проблемы современной медицины и фармации 2019: «pейтинг» потенциальных средств биологического терроризма». М.: Белорусский государственный медицинский университет; 2019.


2. Кудрявцева Т.Ю., Попов В.П., Мокриевич А.Н. и др. Анализ эпизоотологической и эпидемиологической ситуации по туляремии на территории Российской Федерации в 2023 г. и прогноз на 2024 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; 1: 17-29. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2024-1-17-29.


3. Путинцева Е.В., Удовиченко С.К., Никитин Д.Н. и др. Лихорадка Западного Нила: анализ эпидемиологической ситуации в Российской Федерации в 2023 г., прогноз на 2024 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; 1: 89-101. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2024-1-89-101.


4. Штрек С.В., Рудаков Н.В., Шпынов С.Н. и др. Эпидемиологическая ситуация по риккетсиозам и лихорадке Ку в Российской Федерации за период 2010-2023 гг., прогноз на 2024 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; 3: 63-73. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2024-3-63-73.


5. Никитин А.Я., Андаев Е.И., Толмачева М.И. и др. Эпидемиологическая ситуация по клещевому вирусному энцефалиту в Российской Федерации в 2014-2023 гг. и краткосрочный прогноз заболеваемости на 2024 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; 1: 48-58. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2024-1-48-58.


6. Нечаев В.В., Яровая И.И., Каченя Г.В. и др. Клинико-эпидемиологическая характеристика завозной тропической лихорадки Денге. Инфектология. 2021; 13 (1): 78-85. https://doi.org/10.22625/2072-6732-2021-13-1-78-85.


7. Москалев А.В., Гумилевский Б.Ю., Астапенко П.В. и др. Возбудители геморрагических лихорадок и их эпидемиология. Вестник Российской военно-медицинской академии. 2020; 22 (1): 163-172. https://doi.org/10. 10.17816/brmma25987.


8. Куличенко А.Н., Малецкая О.В., Манин Е.А. и др. Эпидемиологическая обстановка по природно-очаговым инфекционным болезням на юге европейской части России в 2023 г. С.: Ставропольский противочумный институт Роспотребнадзора, 2024.


9. Попов Н.В., Карнаухов И.Г., Кузнецов А.А. и др. Эпидемиологическая обстановка по чуме в мире и прогноз ее развития на 2025 г. в Российской Федерации. Проблемы особо опасных инфекций. 2025; 1: 74-83. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2025-1-74-83.


10. Смелянский В.П., Жуков К.В., Каргашин С.А. и др. Эпидемиологическая ситуация по природно-очаговым инфекциям в Волгоградской области в 2023 г. Эпидемиология. 2024; 15 (1): 66-73. https://doi.org/10.21886/2219-8075-2024-15-1-66-73.


11. Чемерис А.В., Магданов Э.Г., Вахитов В.А. Вариации приборного обеспечения полимеразной цепной реакции. Биомика. 2012; 2 (2): 85-98.


12. Чемисова О.С., Цырулина О.А. Сравнительный анализ методов изотермической амплификации нуклеиновых кислот. Микробиология и иммунология. 2022; 99: 126-138.


13. Srivastava P., Prasad D. Isothermal nucleic acid amplification and its uses in modern diagnostic technologies. 3 Biotech. 2023; 13 (6): 200. https://doi.org/10.1007/s13205-023-03628-6.


14. Feng X., Liu Y., Zhao Y. et al. Recombinase polymerase amplification-based biosensor for rapid zoonoses screening. International Journal of Nanomedicine. 2023; 18: 6311-6331. https://doi.org/10.2147/IJN.S434197.


15. Lobato I.M., O’Sullivan C.K. Recombinase polymerase amplification: basics, applications and recent advances. Trends in Analytical Chemistry Journal. 2018; 98: 19-35. https://doi.org/10.1016/j.trac.2017.10.015.


16. Balea R., Pollak N.M., Hobson-Peters J. et al. Development and pre-clinical evaluation of a Zika virus diagnostic for low resource settings. Frontiers in Microbiology. 2023; 14: 1214148. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1214148.


17. Crannell Z., Rohrman B., Richards-Kortum R. Equipment-free incubation of recombinase polymerase amplification reactions using body heat. PLoS One. 2014; 9 (11): 112146. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0112146.


18. Андрюков Б.Г., Ляпун И.Н., Бынина М.П. и др. Упрощeнные форматы современных биосенсоров: 60 лет использования иммунохроматографических тест-систем в лабораторной диагностике. Клиническая лабораторная диагностика. 2020; 65 (10): 611-618. http://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2020-65-10-611-618.


19. Xi Y., Xu C., Xie Z. et al. Rapid and visual detection of dengue virus using recombinase polymerase amplification method combined with lateral flow. Molecular and Cellular Probes. 2019; 46: 101413. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2019.06.003.


20. TwistAmp® DNA Amplification Kits: assay design manual. United Kingdom. TwistDX; 2018.


21. Chao С., Belinskaya T., Zhang Z. et al. Development of recombinase polymerase amplification assays for detection of Orientia tsutsugamushi or Rickettsia typhi. PLoS Neglected Tropical Diseases. 2015; 9 (7): 3884. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0003884.


22. Liu W., Liu H.-X., Zhang L. et al. A novel isothermal assay of Borrelia burgdorferi by recombinase polymerase amplification with lateral flow detection. Intertnational Journal of Molecular Sciences. 2016; 17 (8): 1250. https://doi.org/10.3390/ijms17081250.


23. Escadafal C., Faye O., Sall A.A. et al. Rapid molecular assays for the detection of yellow fever virus in low-resource settings. PLoS Neglected Tropical Diseases. 2014; 8: 2730-2738. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0002730.


24. James A., Todd S., Pollak N. et al. Ebolavirus diagnosis made simple, comparable and faster than molecular detection methods: preparing for the future. Virology Journal. 2018; 15: 75-81. https://doi.org/10.1186/s12985-018-0985-8.


25. Lai M., Ooi C., Lau Y. Recombinase Polymerase Amplification Combined with a Lateral Flow Strip for the Detection of Plasmodium knowlesi. Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 2018; 98: 700-703. https://doi.org/10.4269/ajtmh.17-0738.


26. Piepenburg O., Williams C.H., Stemple D.L. et al. DNA detection using recombination proteins. PLoS Biology. 2006; 4: 204-211. https://doi.org/10.4269/ajtmh.17-0738.


27. Fan G.H., Shen X.X., Li F. et al. Development of an internally controlled reverse transcription recombinase-aided amplification assay for the rapid and visual detection of West Nile virus. Biomedical and environment sciences. 2019; 32 (12): 926-929. https://doi.org/10.3967/bes2019.116.


28. Li X., Shen X., Li M. et al. Applicability of duplex real time and lateral flow strip reverse-transcription recombinase aided amplification assays for the detection of Enterovirus 71 and Coxsackievirus A16. Virology Journal. 2019; 16: 166-175. https://doi.org/10.1186/s12985-019-1264-z.